Nematodos entomopatógenos

Son organismos microscópicos parásitos obligados de insectos, cilíndricos no segmentados, con sistema excretorio, nervioso, digestivo, reproductivo y muscular pero carente de sistema circulatorio y respiratorio, el cuerpo es mas o menos transparente, cubierto por una cutícula incolora, su diámetro pequeño hace que no sean observados a simple vista, llevan quimiorreceptores, es decir buscan activamente a sus hospederos y matarlos rápidamente; los adultos tienen una longitud de 1 a 8 mm y los juveniles infectivos de 440 a 1500 um, pertenecen a dos familias incluidas en el orden Rhabditida: Steinernematidae y Heterorhabditidae; presentan una asociación mutualista con una bacteria de la familia Enterobactericiae: Sternernema, esta asociado con Xenorhabdus, y Heterorhabditis, con Photorhabdus, confiere características del complejo nematodo-bacteria, son letales a un amplio rango de insectos de importancia económica.

Ventajas

Llevan una bacteria que regurgitan en la cavidad del cuerpo del insecto Presentan un rango amplio de hospederos Se pueden cultivar a gran escala en medios artificiales líquidos o sólidos Matan a los insectos a las 48 horas de penetrar en ellos Sobreviven por periodos largos en condiciones de almacenaje Se aplican con medios convencionales Persisten en medios naturales

Taxonomía

Phylum: Nematoda

Clase: Secernentea

Orden: Rhabditida

Suborden: Rhabditidina

Superfamilia: Rhabditoidea

Familia: Steinernematidae Heterorhabditidae

La familia Steinernematidae contiene el genero Sterinernema presenta las especies; cubanum, arenarium, puertoricense, longicaudum, rarum, ritteri, scapterisce, carpocapsae, kushidai, riobrave, bicornotum, ceratophorum, neocurtillae, affine, intermedium, feltiae y kraussei, además del genero Neosteinernema con la especie longicurvicauda. Mientras que la familia Heterorhabditidae contiene el genero Heterorhabditis con las especies; megisis, brevicaudus, hawaiiense, argentinense, indica, marelatus, bacteriophora y zealandica

Ciclo de vida

Consta de: estado de huevo, cuatro estados juveniles y un estado adulto (macho o hembra); dicho ciclo (de juvenil infectivo a juvenil infectivo) puede proceder por dos rutas; si los nutrientes son suficientes y la población no presenta un hacinamiento; los juveniles infecciosos se desarrollan hasta llegar a machos y hembras adultas de la primera generación, el estado infectivo juvenil es la única etapa infectiva y de vida libre de su ciclo, en esta fase puede sobrevivir varios meses en el suelo sin alimentarse, buscando activamente hospederos.

Los juveniles de 3er estadio (“infectivos” o “dauer”) no se alimentan y dependen de sus reservas internas como fuente de energía, son los únicos que pueden sobrevivir fuera del insecto hospedante, debido a su gruesa cutícula, tienen las aberturas cerradas (boca y ano) y se localizan generalmente en el suelo.

Forma de acción

Penetración del infecto juvenil: Los juveniles infectivos localizan al insecto hospedante y lo invaden por los orificios naturales, es decir boca, ano y espiráculos, o a través de las partes suaves del integumento, en algunos casos directamente por la cutícula, hasta llegar a la hemolinfa del insecto, los juveniles infectivos Heterorhabditidos debido a que poseen un diente dorsal pueden raspar la cutícula y entrar directamente al hemocele de ciertos insectos.

Infección bacteriana: Una vez dentro del insecto la penetración al hemocele se logra mediante la liberación de enzimas proteolíticas, en la hemolinfa regurgita, donde libera la bacteria simbionte asociada que puede ser Xenorhabdus spp. para Stienernema spp y Photorhabdus luminescens para Heterorhabditis spp., que portan en el intestino y esta actúa, se multiplica rápidamente invade la inmunología del insecto, provee nutrientes para ella y el nematodo mediante la secreción de variedades de enzimas extracelulares que degradan los tejidos del hospedador. De esta forma, los nematodos actúan como vectores, a través de los cuales la bacteria se transfiere de un insecto a otro.

Metabolitos bacterianos: Produce antibióticos y bacteriocinas que impiden la entrada de organismos oportunistas en el cadáver del insecto, entre los metabolitos producidos se encuentran compuestos tóxicos para algunos nematodos fitopatògenos.

Muerte del insecto: Se da por la septicemia (infección generalizada) en un periodo de 24 a 48 horas; las bacterias a la vez se multiplican, producen condiciones favorables para la alimentación de los nematodos, los juveniles infectivos abandonan el cadáver cuando se agotan los recursos, se dispersan y van en busca de nuevos insectos, esto ocurre entre los seis y once días en los Sterinermantidos y doce a catorce días en los Heterorhabditidos.

Bacterias simbióticas

Existe una relación mutualista entre el entomopatògeno y la bacteria, la bacteria es incapaz de sobrevivir en el suelo por lo tanto requiere del juvenil infectivo para su protección donde su casa es el intestino, al carecer de habilidad de invasión es dependiente del nematodo, para transportarse dentro del hemocelo, asimismo recibe la protección del nematodo ya que este inhibe las defensas antibacterianas del hospedero.

Por su parte un nematodo recibe los beneficios de la bacteria, debido a que esta mata al hospedero rápidamente y crea un ambiente favorable para el crecimiento y reproducción del nematodo al inhibir el crecimiento de microorganismos competidores a través de la producción de antibióticos, la bacteria transforma los tejidos del hospedero en una fuente de comida para el nematodo y asimismo la bacteria sirve como fuente de alimento para el nematodo, sin la presencia de la bacteria simbiótica en el cadáver del insecto, los nematodos son incapaces de reproducirse.

Las especies de Xenorhabdus son gran negativas, anaerobias facultativas en forma de varilla, clasificadas dentro de la familia Enterobacteriaceae, actualmente se han reconocido cinco especies de Xenorhabdus donde a toda especie de Steinernema lleva una sola especie de Xenorhabdus; aunque puede encontrarse con una o mas especies de nematodos. La bacteria Photorhabdus luminescens se encuentra asociada simbióticamente con todas las especies de Heterorhabditis.

Rango de hospederos

Presentan un amplio rango de hospederos, la mayoría de los insectos susceptibles pertenecen a las órdenes: Lepidóptera: Chilo spp.,, Spodoptera littoralis, Pieris rapae, Agrotis segetum, Cossus, Zeuzera pyrina. Coleóptera: Melolontha spp., Otiorynchus spp., Vesperus xatarti, Cosmopolites sordidus, Capnodis tenebrionis. También son susceptibles a Tisanòptera: Frankliniella occidentalis, Díptera: Ceratitis capitata; Heteróptera: Dysdercus peruvianus; Isóptera: Reticulotermes spp.; Ortóptera: Lacustra migratoria. Además se ha comprobado un importante efecto nematostàtico contra nematodos fitopatògenos de los tipos Meloidogyne spp., Tylenchorhynhcus spp., Globodera spp. y Criconematidos.

Dispersión de los juveniles infectivos

Se produce tanto verticalmente como horizontalmente, ambos pasivamente (lluvia, viento, tierra; por los humanos o insectos) o activamente por los nematodos cazadores que es el principal medio de búsqueda de hospederos, su potencial para dispersarse a grandes distancias esta limitado a cuantos metros por año como máximo; la dispersión a largas distancias puede ocurrir en un número pequeño y requieren ser transportados por los insectos hospederos.

Factores abióticos

Radiación solar: La luz es uno de los factores más nocivos para la sobrevivencia, sin embargo no es un factor determinante para el control de insectos, por lo que se puede omitir, siempre y cuando se trabaje dentro del sustrato suelo actuando sobre una etapa especifica del insecto.

La luz ultravioleta a la exposición de luz solar a S. carpocapsae fue inactivado con 60 minutos, mientras que H. bacteriophora fue mas sensible y fue inactivado con 30 minutos, bajo una lámpara de UV simulando la luz de UV de onda larga e intensidad de la luz solar de 2 minutos, la luz UV afecta la sobrevivencia de los juveniles infectivos de S. kushidia una mortalidad cercana al 100 con una exposición de 40 minutos, la actividad insecticida del nematodo sobre Anomala cuprea (Coleoptera: Scarabaeidae) decrece a 40 min 5 min y 10 segundos de exposición solar; el uso de protectores de radiación ultravioleta extiende la longevidad de los juveniles infectivos.

Los heterorhabditidos parecen ser los mas vulnerables a los rayos ultravioleta, los juveniles infectivos de H. bacteriphora se inactivan cuando son expuestos a ondas ultravioletas con una radiación media de 302 nm nivel de radicación que no afecta a S. carpocapsae; así H. bacteriophora muestra un retraso en la emergencia de la progenie a 1.5 minutos de exposición, un decremento en la capacidad de reproducción a 2 minutos y menor patogenicidad a 4 minutos, mientras que S. carpocapsae no muestra efectos negativos a exposiciones de 6 minutos; la inactivación completa de H. bacteriophora se presenta después de 4 minutos de irradiación, para S. carpocapsae es de 10 minutos.

Temperatura: Tiene efectos biológicos en el desarrollo, la respiración, la supervivencia, dispersión, búsqueda de hospederos, infectividad y patogenicidad y reproducción.

La temperatura óptima para la actividad de Heterorhabditis es de 20 a 25˚ C que es similar a la óptima para la actividad de juveniles infectivos de otros nematodos parásitos, temperaturas arriba de 30˚ C tienden a inhibir el desarrollo de nematodos dentro del hospedero, arriba de 35˚ C por un periodo largo de tiempo es detrimental a los juveniles infectivos, generalmente estas temperaturas no son comunes en campo, a menos que el cadáver del hospedero se encuentre cerca a la superficie del suelo; el hábitat original de cepas y especies de nematodos determina la capacidad a tolerar dichas temperaturas.

Afecta la infectividad (habilidad de penetrar y matar el insecto) de S. scapterisci y S. carpocapsae siendo mas efectivo S. scapterisci a temperaturas mayores que S. carpocapsae; así la temperatura optima para la penetración y establecimiento de S. carpocapsae en larvas de G mellonella es de 24˚ C y de 32˚ C para S. scapterisci .

El efecto en la supervivencia de los nematodos varía con las distintas razas y especies, temperaturas extremas debajo de 0˚ C y arriba de 40˚ C son letales a numerosos nematodos, dependiendo el tiempo de exposición y las especies.

Las especies nativas de regiones templadas (S. feltiae y H. megidis) tienden a ser mas tolerantes a las temperaturas frías del suelo en comparación con las especies aisladas en regiones cálidas (S. riobrave). Las especies tropicales como H. indica sobreviven probablemente a temperaturas debajo de 15˚ C, las especies adaptadas al calor pueden tolerar temperaturas altas de 40˚ C como es el caso de H. indica, o S. riobrave que puede tolerar exposiciones cortas a 42˚ C, aunque las altas temperaturas incrementan la tasa de metabolismo y acortan el lapso de vida.

Humedad: Es fundamental para mantener el estado de hidratación, movimiento e infección del nematodo también la supervivencia, los Steinermatidos pueden sobrevivir a relativa baja humedad del suelo, en suelos normales, su capacidad de búsqueda del hospedero e infectividad puede reducirse; dentro de los Steinermatidos S. carpocapsae a 25 y 40 ٪ Hr fue efectivo en Spodoptera litura, así como a 10, 15 y 50 ٪ de Hr los juveniles infectivos a 25 y 40 ٪ Hr.

Textura del suelo

Afecta la movilidad, persistencia e infectividad, siendo las texturas arenosa y franca las mas favorables, en suelos arcillosos, el pequeño diámetro de sus poros y la reducción de la aireación constituyen los aspectos de mayor influencia en la supervivencia, también se reduce su infectividad.

Los contenidos de humedad y sales en el suelo, como la textura del mismo, juegan un papel importante en el establecimiento, desarrollo, dispersión y patogenicidad.

Un pH de 8 a 4 disminuye la supervivencia y patogenicidad, pH de 10 se declina la supervivencia de una manera drástica; la acidez del suelo también tiene un efecto importante.

Los niveles de oxigeno son principalmente determinados por los niveles de oxigeno del ambiente y el tamaño del cuerpo, debido a que los nematodos no poseen sistema respiratorio y circulatorio, la tolerancia a la falta de oxigeno varia drásticamente entre especies, el oxigeno puede llegar a ser un factor limitante en suelo con alto contenido de arcilla, materia orgánica o saturados de agua.

Factores bióticos

La supervivencia y eficacia de los Steinermatidos y Heterorhabditidos se ve limitada por la disponibilidad del hospedero y la abundancia de enemigos naturales; entre los enemigos naturales se encuentran microartropodos como colembolas y avaros que consumen con facilidad nematodos entomopatògenos, dependiendo de esta dieta un adecuado desarrollo y reproducción de estos nematòfagos.

Los hongos pueden atacar de manera fácil a los nematodos, no obstante que el tercer estado juvenil retiene la segunda cutícula del segundo instar, que actúa como una barrera contra la invasión de hongos, entre los hongos nematòfagos esta Hirsutella rhossiliensis, Arthrobotrys spp. y Monacrosporium spp. que infectan o atrapan juveniles infectivos.

Cuando los nematodos se encuentran en desarrollo dentro del cadáver pueden ser atacados por distintos invertebrados carroñeros, que pueden afectar el reciclado de los nematodos.

Algunas especies de nematodos entomopatógenos

Steinernema carpocapsae: Es el más estudiado y disponible, entre las ventajas más importantes se incluyen: fácil de producir masivamente y la habilidad de ser formulado en un estado parcialmente disecado, lo cual, extiende su período de duración a varios meses, es efectivo contra larvas de lepidópteros, esta especie sorprende, embosca a su huésped, se para sobre su cola y ataca al hospedero que pasa; por lo que S. carpocapsae es más efectivo contra los insectos de gran movilidad, poseen una alta sensibilidad al dióxido carbono, una vez que el huésped ha sido localizado, ingresa por sus espiráculos, es efectivo a temperaturas de 22 a 28°C. Steinernema feltiae: Ataca a estados inmaduros de dípteros, sigue siendo infectivo a temperaturas del suelo menores a 10°C. S. feltiae ofrece menos estabilidad que otros Steinernematidos.

Steinernema glaseri: Es el nematodo de mayor tamaño, es el doble en longitud y ocho veces en volumen que los juveniles infectivos de S. carpocapsae, ataca principalmente larvas de coleópteros, particularmente escarabidos; se encuentra mejor adaptado para parasitar huéspedes de lento movimiento y que residen dentro del suelo, en relación a las otras especies su producción es más costosa, S. glaseri tiene la tendencia de perder a su simbionte bacterial y no tolera la deshidratación por lo que no es apto para formulaciones disecadas.

Steinernema kushidai: Únicamente ha sido aislado en Japón y se conoce que parasita a larvas de escarabidos; se están realizando ensayos de campo y laboratorio para determinar la eficacia como agente de biocontrol. Steinernema riobravis: Ha sido aislado en el valle de Río Grande en Texas; su rango de hospederos es muy amplio, ataca a varios órdenes de insectos plaga, varios ensayos han demostrados eficacia contra varias especies grillos y el gusano del maíz Heliothis ze; en Florida son tratadas 60 mil acres de cítricos anualmente para el control del gorgojo de la raíz de los cítricos Diaprepes abbreviatus con resultados impresionantes, responde mejor cuando las temperaturas del suelo alcanzan los 35°C.

Steinernema scapterisci: Ha sido el único en ser usado en un programa de control biológico clásico. S. scapterisci fue aislado por primera vez en Uruguay, siendo liberado en Florida en 1985 para controlar una peste introducida, el grillo Scapteriscus acletus. S. scapterisci es específico para los adultos del grillo.

Heterorhabditis bacteriophora: Se encuentra entre los más importantes, posee una considerable versatilidad, ataca principalmente larvas de coleópteros y lepidópteros, es de temperatura templada, su eficacia disminuye cuando la temperatura del suelo es debajo de 20°C, es poco estable, los juveniles infectivos persistente solo unos pocos días luego de su aplicación.

Heterorhabditis megidis: Fue aislado por vez primera en Ohio; se emplea para el control del gorgojo Otiorhynchus sulcatus y otros insectos del suelo, es de mayor tamaño que H. bacteriophora y tiene la característica de ser inestables.

Referencias AKHURST, R.J. and BOEMARE, N.E. 1988. A numerical taxonomy study of genus Xenorhabdus Enterobacteriaceae and prospesed elevation of the subspecies of X. nematophilus to species. Journal of General Microbiology. 134: 18-35.

AKHURST, R.J. 1990. Antibiotic activity of Xenorhabdus spp., bacteria simbiotically associated with insect pathogenic nematodes of the families Steinernematidae and Heterorhabditidae. Journal of General Microbiology. 128: 3061-3065.

AKHURST, R.J. and BOEMARE, N.E. 1990. Biology and taxonomy of Xenorhabdus. Eds. En R. Gaugler and Kaya H.K. Entomopathogenc nematodes in biological control, Boca raton, Florida. CRC Press. 75-90 pp.

BAKER, G.L. and CAPINERA, J.H. 1997. Nematodes and Nematomorphs as control agents of grasshoppers and locusts. Memoriors of the Entomological Society of Canada, 171, 157-211.

BLACKSHAW, R.P. and NEWEL, C.R. 1987. Studies on temperature limitations to Heterorhabditis heliothidis activity. Nematologica. 33: 180-185.

BOEMARE, N.E., AKHURST, R.J. and MOURANT, R.G. 1993. DNA relatedness between Xenorhabdus spp. (Enterobactericiae) symbiotic bacteria of entomopathogenic nematodes, and a proposal to transfer Xenorhabdus luminescens to a new genus, Photorhabdus gen. Nov. Int. J. Sist.. Bacteriol. 43: 249-255.

BOEMARE, N.E., BOYER GIGLIO, M.H., THALER, J.O. and AKHURST, R.J. 1993. The phages and bacteriocins of Xenorhabdus spp., simbionts of the nematodes Steinernema spp. and Heterorhabdus spp. Eds. En R.A. Beedingm R.J. Akhurst and H.K. Kaya. Nematodes and biological control of insects pests East Melbourne, Australia. CSIRO Publication. 137-145 pp.

BEDDING, R.A. and AKHURST, R.J. 1975. A simple technique for the detection of insect parasitic rhabditid nematodes in soil. Nematologica. 21: 109- 110.

BEDDING, R.A. and MOLYNEUX, A.S. 1982. Penetration of insect cuticle by infective juveniles of Heterorhabditis spp. (Heterorhabditidae: Nematoda). Nematologica. 28: 354-359.

BLAXTER, M.L., DE LEY, P., GAREY, J.r., LIU, L.X., SCHELDEMAN, P., VIERSTRAETE, A., VANFLETEREN, J.R., MACKEY, L.Y., DORRIS, M., FRISSE, L.M., VIDA, J.T. and THOMAS, W.K. 1998. A molecular evolutionary framework for the phylum nematoda. Nature, 392: 71-75.

BURMAN, M. 1982. Neoaplectana carpocapsae : toxin production by axenic insect parasitic nematode. Nematologica. 28: 62-70.

BROW, I.M. and GAUGLER, R. 1996. Cold tolerance of Steinernematidae and Heterorhabditid nematodes. Journal of Thermal Biology. 21: 115-121.

CHOO, H.Y. and KAYA H.K. 1991. Influence of soil texture and presence of roots on hots finding by heterorhabditis bacteriophora. Journal of Invertebrate Pathology. 58: 279-280.

CLARKE, D.J. and DOWDS, B.C.A. 1995. Virulence mechanisms of Photorhabdus sp. Strain K122 towards wax moth larvae. Journal of Invertebrate Pathology, 66: 149-155.

DUNPHY, G.B. 1995. Physicochemical properties and surface components of Photorhabdus luminescens influencing bacterial interaction with non self response systems of nonimmune Galleria mellonella larvae. Journal of Invertebrate Pathology, 65: 25-34.

EHLERS, R.U. 1996. Current and future use of nematodes in biocontrol: Pravtice and commercial aspects with regards to regulatory policy issues. Biocontrol Science and technology, 6: 303-316.

EPSKY, N.D., WALTER, D.E., and CAPINERA, J.L. 1998. Potencial role of nematophagus microarthropods as biotic mortally factors of entomogenous nematodes (Rhabditida: Steinernematidae, Heterorhabditidae). Journal of Economic Entomology. 81: 821-825.

FISCHER, P. and FUHRER, E. 1990. Effect of soil acidity on the entomophilic nematode Steinernema kraussei Steiner. Biology and Fertility of Soil. 9: 174-177.

FORST, S. and NEALSON, K. 1996. Molecular identification of Photorhabdus luminescens strains by amplication of specific fragments of 16 S. ribosomal DNA Svstematic and Applied Microbiology. 21: 509-519.

FUJIE, A., TACHIBANA, M., TAKATA, Y., YOKOYAMA, T., SUZUKI, N. and VECHI, T. 1995. Effects of temperatura on insecticid activity of entomopathogenic nematode, Steinernema kushidai (Nematoda: Steinernematidae), against Anomala cuprea (Coleoptera: Scarabaeidae) larvae. Applied Entomology and Zoology. 30(1): 23-30.

GAUGLER, R. and BOUSH, G.M. 1978. Effects of ultraviolet radiation and sunlight on the entomogenous nematode, Neoplectana carpocapsae. Journal of Invertebrate Pathology. 32: 291-296. GAUGLER, R. and BOUSH, G.M. 1979. Laboratory test on ultraviolet protectants of an entomogenous nematode. Environmental Entomology. 8: 810-813.

GAUGLER, R., BEDNAREK, A. and CAMPBELL, J.F. 1992. Ultraviolet inactivation of Heterorhabditis and Steinernematid nematodes. Journal of Invertebrate Pathology. 59: 155-160.

GAUGLER, R. and KAYA, H.K. 1990. Entomopathogenic nematodes in biological control, CRC Press, Boca Raton.

GEORGIS, R., and POINAR, G.O. Jr. 1983. Effect of soil textures on the distribution an infectivity od Neoaplectana glaseri (Nematode: Steinernermatidae). Journal Nematology. 15: 329-332.

GLAZER, I. 1996. Survival mechanismsof entomopathogenic nematodes. Reviw. Biocontrol Science and Technology, 6: 373-378.

GLAZER, I., KOSODOI, E., HASHIMI, G. and GAUGLER, R. 1996. The entomopathogenic nematode Heterorhabditis bacteriophora IS-5; a heat tolerant isolate from Israel. Nematologica. 42: 1-12.

GLAZER, I. and LEWIS, E.E. 2000: Bioassays for entomopathogenic nematodes. En: Bioassays for entomopathogenic microbes and nematodes. (Eds) Navon, A. y Ascher, K.R.S. CAB International. 229-247 pp.

GEORGIS, R. 1992. Present and future prospects for entomopathogenic nematode products. Biocontrol Science and Technology, 3 83-99.

GREWAL, P.S. and RICHARDSON, P.N. 1993. Effects of application rates of Steinernema feltiae (Nematoda: Steinernematidae) on biological control of the mushroom fly Lycoriella auripila (Diptera: Scaridae). Biocontrol Science and Technology. 3: 29-40.

GREWAL, P.S., SELVAN, S. and GAUGIER, R. 1994. Thermal adaptation of entomopathogenic nematodes: niche breadth for infection establishment, and reproduction. Journal of Thermal Biology. 19: 245-253.

GREWAL, P.S. 1999. Production, formulation and quality. En: Optimal use of insecticidal nematodes in pest management. Ed. S. Polavarapu. New Brunswick, New Jersey: Rutger University. 15-24 pp.

GREWAL, P.S. 2000. Enhanced ambient storage stability of an antomopathogenic nematode through anhnydrobiosis. Pest Management Science, 56: 401-406.

GRIFFIN, C.T., MOORE, J.F. and DOWNES, M.J. 1991. Ocurrence of insect parasitic nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae) in the Republic of Ireland. Nematologica. 37: 92-100.

GRIFFIN, C.T. 1993. Temperature responses of entomopathogenic nematodes: implications for the success of biological control programmes. En: (Eds) Bedding, R.A, Akshurst R.J. and Haya H.K. Nematodes and biological control of insects pests. East Melbourne, Australia. CSIRO Publications. 115-126 pp.

HOMINICK, W.R., BRISCOE, B.R., del PINO, F.G., HENG, J., HUNT, D.J., KOSODOY, E., MRACEK, Z., NGUYEN, K.B., REID, A.P., SPIRIDONOV, S., STOCK, P., STURHAN, D., WATURU, C., and YOSHIDA, M. 1997. Biosystematics of entomopathogenic nematodes: current status, protocols and definitions. Journal of Helmintology, 71: 271-298.

HU, K.; LI, J., WAMG, W., HOUMING, W., LIN, H. and WEBSTER, J.M. 1998. Comparison of metabolites produced in vitro and vivo by Photorhabdus luminescens, a bacterial symbiotic of the entomopathogenic nematode Heterorhabditis megidis. Can Journal Microbiol. 44: 1072-1077.

KAYA, H.K. 1990. Soil Ecology En: Entomopathogenic nematodes in biological control. Ed. Guagler, R. and Kaya, H.K..Boca Raton, Florida USA: CRC Press. 93-115 pp.

KAYA, H.K. 1993. Contemporary issues in biological control with entomopathogenic nematodes. Food and Fertilizer Technology Center Taipei, Taiwan. Extension Bulletin. No. 375.

KAYA, H.K. and GAUGLER, R. 1993. Entomopathogenic namatodes. Annual Review of Entomology, 38, 181-206.

KAYA, H.K. and KOPPENHOFER, A.M. 1996. Effects of and other antagonist organism and competition on entomopathogenic nematodes. Biocontrol Science and Technology. 6: 333-345.

KAYA, H.K. and KOPPENHOFER, A.M. 1999. Biology and ecology of insecticidal nematodes. En Ed. S. Polavarapu. Optima use of insecticidad nematodes in pest management. New Brunswich, New Jersey: Rutgers University. 1-8 pp.

KLEIN, M.G. 1990. Efficacy against soil inhabiting insect pests. En Eds Gaugler R. and Kaya, H.K. Entomopathogenic nematodes in biological control Boca raton, Florida, USA: CRC Press. 195-214 pp.

KONDO, E. and ISHIBASHI, N. 1985. Effects of soil moisture on the survival and infectivity of the entomogenous nematode, Steinernema feltiae (DD-136). Proceeding of the Association for Plant Protection of Kvushu. 31: 186-190.

KONDO, E. and ISHIBASHI, N. 1986. Infectivity and propagation of entomogenous nematodes, Steinernema spp. on the common cutworm Spodoptera litura (Lepidoptera: Noctuidae). Applied Entomology and Xoology. 21: 95-108.

KOPPENHOFER, A. M. and KAYA, H. K. 1997. Additive and synergistic interaction between entomopathogenic nematodes and Bacillus thuringiensis for scarab grub control. Biological Control. 8: 131-137.

KUNG, S.P., GAUGLER, R. and KAYA H.K. 1990. Influence of soil pH and oxygen on persistence of Steinernema spp. Journal of Nematology. 22: 440-445.

LI, J., CHEN, G.H. and WEBSTER, J.M. 1995. Identiofication of two pigments and hydroxistilbene antibiotic from Photorhabdus luminescens. Applied and Enviromental Microbiology. 61: 4329-4333.

LIU, J. and POINAR, G.O. JR. 2000. Control of insect pest with entomopathogenic nematodes: the impact of molecular biology and phylogenetic reconstruction. Annual Review Entomology, 45, 287-306.

MOLYNEUX, A.S. and BEDDING, R.A. 1986. Influence of soil texture and moisture on the infectivity of Heterorhabditis sp. D1 and Steinernema glaseri for larvae of the sheep blowfly, Lucila cuprina. Nematologica. 30: 358-365.

MORGAN, J.A.W., KUNZENLMAN, V., TAVENOR, S., OUSLEY, M.A. and WINSTANLEY, C. 1997. Survival of Xenorhabdus nematophilus and Photorhabdus luminiscens in water and soil. Journal of Applied Microbiology, 83: 665-670.

NGUYEN, K.B. and SMART, G.C. 1990. Steinernema scapterisci n. sp. (Rhabditida: Steirnematidae). Journal of Nematology. 22 (2): 187-199.

PAUL, V.J., FRAUTSCHY, S., FENICAL, W. and NEALSON, K.H. 1981. Antibiotics in microbial ecology: isolation and structure assignment of several new antibacterial compounds from the insect symbiotic bacteria Xenorhabdus spp. Journal Chemical Ecology. 7: 589-597.

PARKMAN, J.P. and SMART, G.C. 1996. Entomopathogenic nematodes, a case study: introduction of Steirnema scapterisci in Florida. Biocontrol Science and Technology. 6: 413-419.

PETERS, A. and EHLERS, R.U. 1994. Susceptibility of leatherjackets (Tipula paludosa and T. oleracae, Tipulidae: Nematocera) to the entomopathogenic nematode Steinernema feltiae. J. Invertebr. Patol. 63: 163-171.

POINAR, G.O. Jr. and THOMAS G.M. 1966. Significance of Achromobacter nematophilus Poinar and Thomas (Acromobactericeae: Eubacteriales) in the development of nematode, DD136 (Neoplactana sp., Sternermatidae) Parasitology. 56: 385-390.

POINAR, Jr. G.O. 1979. Nematodes for biological control of insects. Boca Ratón, Florida USA. CRC Press, Inc.

POINAR, G.O. Jr. and HOM, A. 1986. Survial and horizontal movement of infective stage Neoaplectana carpocapsae in the field. Journal of Nematology. 8: 34-36.

POINAR, Jr. G. O. 1990. Taxonomy and biology of Sterinernematidae and Heterorhabditidae. En: Entomopathogenic nematodes in biological control. Ed: Gaugler, R., and Kaya. Pp. 23-61. CRC Press.

QUI, L.H. and BEDDING, R.A. 2000. Energy metabolism and its relation to survival and infectivity of the infectivity juveniles of Steinernema carpocapsae under stressed aerobic conditions. Nematology. 2: 551-559.

RICHARDSON, W.H., SCHMIDT, T.M. and NEALSON, K.H. 1988. Identification of anthraquinone pigment and ahydroxystilbene antibiotic from Xenorhabdus luminescens.

SMART, G.C. Jr. 1995. Enbtomopathogenic nematodes for the biological control of insects. Journal of Nematology, 27: 529-534.

SMITS, P.H. 1996. Post application persistence of entomopathogenic nematodes. Biocontrol Science and Technology. 6: 844-856.

SMITS, K. 1999. Factors affecting efficacy. En S. Polavarapu Ed.Optima use of insecticidad nematodes in pest management. Brunswic, New Jersey Rutgers University. 37-43 pp.

STEINER, W.A. 1996. Dispersal and host finding ability of entomopathogenic nematodes at low temperatures. Nematology. 42: 243-246.

STRONG, D.R., KAYA, H.K., WHIPPLE, A.V., CHILD, A.L., KRAIG, S., BONDONNO, M., DYER, K. and MARON, J.L. 1996. Entomopathogenic nematodes: natural enemies of root – feeding caterpillars on bush lupine. Oecologia, 108: 167-173.

THOMAS, G.M. and POINAR, Jr. G.O. 1979. Xenorhabdus gen. nov., a genus of entomopathogenic nematophilic bacteria of the family Enterobactereaceae. International Journal of Systematic Bacteriology, 29: 352-360.

WOMERSLEY. C.Z. 1990. Dehydration and anhydrobiotic potencial. En Eds. Gaugler R. and Kaya H.K. Entomopathogenic nematodes in biological control. Boca raton, Florida, USA: CRS Press. 117-137 pp.

WOODRING, J. L. and KAYA H.K. 1988. Steinernematid and Heteroehabditid Nematodes: a handbook of techniques. South Coop. Ser Bull. Arkans. Agric. Exp. Stn. Fayetteville. 331: 1-130. 249.